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Les ribosomes peuvent-ils lire l'ADNss ?

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Ma question est de savoir si la traduction peut être effectuée, soit naturellement, soit artificiellement, par l'intermédiaire d'un ribosome lisant directement l'ADN (simple brin). Sinon, j'aimerais savoir ce qui permet de traduire l'ARNss mais pas l'ADNss.


Sommaire

ARN messagers qui sont recrutés dans le ribosome pour la synthèse des protéines in vivo, doivent satisfaire des exigences structurelles particulières et doivent interagir avec les facteurs d'initiation protéiques qui les délivrent au ribosome. L'ADN simple brin générique (ADNsb) n'a pas ces caractéristiques structurelles et ne peut donc pas être traduit sur les ribosomes dans des conditions naturelles.

Une seule tentative signalée de traduire des analogues à base de désoxyribose de ces ARNm dans des conditions équivalentes à celles à l'intérieur de la cellule a échoué. Ainsi, bien que les expériences suggèrent que l'ADNsb peut être capable de se lier à l'ARN de transfert et permettre une certaine synthèse de polypeptides dans des conditions non physiologiques, cela ne reflète que les aspects de la biosynthèse des protéines qui impliquent des interactions d'appariement de bases entre le message et d'autres ARN impliqués dans la traduction. En revanche, les étapes impliquées dans la sélection du premier codon d'initiation et la reconnaissance des codons de terminaison impliquent des interactions entre les facteurs protéiques et le message, où la reconnaissance d'un groupe hydroxyle en position 2ʹ (et la discrimination entre la thymine et l'uracile) peut bien se produire et empêcherait la traduction d'un message ssDNA synthétique.

Si, en fait, aucune discrimination contre l'ADN n'a évolué pour les composants d'ARN ribosomique et de transfert de l'appareil de traduction, c'est peut-être parce que le système est apparu dans un « monde d'ARN » avant que l'ADN n'évolue, et parce que l'ADN simple brin libre dans la cellule a n'a jamais été un concurrent de l'ARNm pour les ribosomes, en particulier après l'apparition de systèmes sophistiqués à base de protéines pour la sélection du codon d'initiation approprié.

Interactions physiologiques contemporaines de l'ARNm avec les ribosomes

La traduction de l'ARNm par les ribosomes (biosynthèse des protéines) est un processus complexe qui peut être divisé en plusieurs étapes, chacune impliquant généralement une variété de molécules d'ARN et de protéines - facteurs d'initiation (IF), facteurs d'élongation (EF) et facteurs de terminaison ou de libération (FR). Le lecteur qui n'est pas familier avec cela est conseillé de lire un livre de texte tel que celui du chapitre 29 de Berg et al.. Cependant, pour résumer brièvement, ils sont : la sélection de l'AUG correct (généralement) sur l'ARNm pour l'initiation, la liaison IF dépendante de l'ARNt initiateur au site P, la liaison dépendante EF et dirigée par les codons d'un ARNt élongateur , la formation de liaisons peptidiques catalysée par la grande sous-unité ribosomique, la translocation dépendante de EF et finalement la libération dirigée par le codon stop et dépendante de RF de la chaîne polypeptidique complète.

La première étape est cruciale pour la liaison des ARNm naturels - le sujet de cette question. Dans des conditions cellulaires naturelles, les procaryotes et les eucaryotes ont des méthodes différentes pour s'assurer que le ribosome interagit avec le bon codon d'ARNm pour démarrer la traduction. Chez les procaryotes, un signal spécifique de liaison au ribosome (séquence Shine et Dalgarno) doit interagir avec l'ARNr 16S et une protéine facteur d'initiation particulière est impliquée dans cette étape. Chez les eucaryotes, la méthode principale est la reconnaissance d'une structure 5' modifiée sur l'ARNm et le déroulement de la structure secondaire, également modulée par les facteurs d'initiation des protéines.

Je suis au courant d'un rapport d'une tentative de traduction d'un analogue à base d'ADN de telles structures naturelles d'ARNm dans n'importe quelles conditions. C'était par Damien et al. (Biochim. Biophys. Res. Commun 385, 296-301 (2009)), et a échoué, même si des méthodes physiques ont indiqué une liaison au ribosome. J'imagine que la reconnaissance par les facteurs d'initiation des protéines ne s'est pas produite, mais je ne peux pas être sûr que l'appariement des bases à l'ARNr 16S ait également été entravé.

Quoi qu'il en soit, on peut répondre à la question posée :

Le fait que l'ADN simple brin "aléatoire" n'aurait pas les caractéristiques structurelles pour la sélection du codon d'initiation correct explique pourquoi il ne serait pas traduit dans des conditions naturelles - il ne pouvait pas se lier au ribosome.

Systèmes artificiels de synthèse protéique

Les détails complets des réactions sur le ribosome n'ont émergé que progressivement. Néanmoins, le manque de compréhension des caractéristiques de l'ARNm naturel nécessaire à la liaison au ribosome n'a empêché ni la dissection des étapes ultérieures de la biosynthèse des protéines, ni l'utilisation de systèmes ribosomiques pour déchiffrer le code génétique. En effet, il a été possible de contourner les étapes initiales en utilisant des conditions non physiologiques appropriées, qui ont permis aux polynucléotides ou aux triplets d'oligonucléotides de se lier au ribosome, où d'autres réactions étaient possibles, bien que généralement moins efficacement que dans la cellule. Ces conditions comprenaient des concentrations élevées d'ions magnésium et certains antibiotiques qui affectent l'exactitude de la synthèse des protéines. Il a été suggéré que la neutralisation de la charge sur les phosphates du squelette de l'ARN par Mg2+ améliore (interactions hydrophobes non spécifiques au niveau du canal de liaison à l'ARNm, et que les antibiotiques stabilisent un état du ribosome dans lequel l'amino-acyl ARNt peut se lier plus facilement (et donc favorisent la liaison des polynucléotides par appariement de bases). Une fois lié avec les codons liés hydrogène aux anticodons apparentés de l'ARNt, les réactions d'élongation ultérieures dépendaient de composants du ribosome autres que le messager artificiel.

C'est ainsi que le code génétique a été déchiffré à l'aide de systèmes acellulaires bactériens auxquels ont été ajoutés de simples polynucléotides synthétiques, dépourvus de séquences Shine et Dalgarno ou de codons d'initiation (ou d'arrêt) ; et par des expériences dans lesquelles des amino-acyl-ARNt étaient liés à des codons triplets en l'absence à la fois des IF et des EF. D'autres réactions partielles de synthèse protéique ont également été disséquées artificiellement - la réaction de peptidyl transférase a été étudiée sur des sous-unités 50S isolées en utilisant juste un fragment d'ARNt et de puromycine en conduisant la réaction dans 50 % d'éthanol !

Expériences avec de l'ADN simple brin

Comprenant que les ribosomes peuvent être induits à se lier et à traduire des oligo-ribonucléotides « non-ARNm » dans certaines conditions artificielles, nous sommes en mesure d'examiner l'importance des rapports de traduction d'oligo-désoxyribonucléotides - ADNsb.

Les expériences originales dans ce domaine par McCarthy et Holland en 1965 ont montré que l'ADN dénaturé provenant de diverses sources (y compris des cellules animales) pouvait stimuler l'incorporation d'acides aminés radioactifs dans un système bactérien sans cellules, mais cela dépendait de la présence d'antibiotiques. De plus, il a été montré dans le laboratoire de Khorana que seuls certains poly-désoxynucléotides synthétiques (analogues aux poly-ribonucléotides qu'il utilisait pour déchiffrer le code génétique) étaient actifs. Ainsi, il semblerait que dans les conditions non physiologiques qui favorisent la liaison promiscuité des poly- et oligo-ribonucléotides, il y ait une certaine liaison de l'ADNsb et une traduction ultérieure.

Un article de Ricker et Kaji mentionné par @Mesentery - rapporte que les oligodésoxynucléotides pourraient fonctionner dans certaines réactions partielles (liaison fmet-ARNt) mais pas dans d'autres. En particulier, il n'était pas possible d'effectuer une réaction de terminaison RF-dépendante avec des oligonucléotides contenant des codons de terminaison, mais - en présence d'antibiotiques - une terminaison indépendante des facteurs de libération fait se produire.

Il est donc évident que ces expériences dans lesquelles l'ADNsb est traduit sur les ribosomes n'ont aucune signification physiologique. Cependant il est toujours pertinent de poser le complément à la question de l'affiche, pourquoi le système fonctionne-t-il du tout ?

Pourquoi le désoxyribose (et la thymine) ne pas discriminé dans des conditions artificielles ?

Enzymes de synthèse et de dégradation des acides nucléiques - ARN et ADN polymérases ; les ribonucléases et les désoxyribonucléases - sont spécifiques de l'ARN ou de l'ADN (ou dans certains cas des hybrides ADN/ARN). Ceci est à la fois important pour s'assurer qu'ils remplissent leurs fonctions spécifiques, et peut-être une conséquence inévitable de la nature de leurs réactions - la création ou la rupture de liaisons sucre-phosphate. Il s'agit ici d'une catalyse par une enzyme protéique qui lie ces structures au niveau de son site actif.

En revanche, les réactions de synthèse protéique pour lesquelles certaines exigences peuvent être assouplies dans des conditions non physiologiques impliquent interactions d'appariement de bases. Dans les ribosomes modernes, ils peuvent être optimisés par des protéines associées, mais on pense que ces dernières n'ont évolué que plus tard. Des conditions artificielles, telles que des concentrations élevées d'ions magnésium ou d'antibiotiques, peuvent être considérées comme permettant les interactions essentielles qui existaient dans les « ur-ribosomes ». Et, bien sûr, comme des hybrides ADN/ARN se forment facilement, la participation de l'ADN à de telles interactions n'est pas si surprenante. (Dans le monde ARN des « ribosomes ur » - ou même un monde ARN/protéines - il ne serait pas nécessaire de discriminer l'ADN, car il n'avait pas encore surgi. Et chimiquement, la substitution d'un hydrogène à un groupe hydroxyle pourrait pas entraver une interaction - au pire, cela ne ferait que l'affaiblir.)

Il est pertinent que les réactions contemporaines de sélection et de terminaison d'AUG dépendent de l'interaction ARN-protéine. Celles-ci pourraient bien impliquer la reconnaissance du ribose ainsi que de la séquence de bases, expliquant les observations de Ricker et Kaji, et de Damian et al., mentionné ci-dessus.


Ma question est de savoir si la traduction peut être effectuée, soit naturellement, soit artificiellement, par le biais d'un ribosome lisant directement l'ADN (simple brin).

Les ribosomes participent à la traduction de l'ARNm en protéines. Voir l'article wikipédia pour plus d'informations

Sinon, j'aimerais savoir ce qui permet à l'ARNss d'être traduit et non à l'ADNss.

Le « sinon » n'a pas de sens car répondre par oui ou par non à la première question n'a pas vraiment grand chose à voir avec la deuxième question.

ssRNA et ssDNA font référence au matériel génétique de certains virus. La plupart du temps, je ne pense pas que nous utilisons les termes ssDNA et ssRNA pour désigner un virus qui transcrit l'ARN en ADN, donc votre question n'est pas claire et déroutante.

Certains virus effectuent une transcription inverse de l'ARN en ADN. Ils le font avec une transcriptase inverse.

Ce que je veux savoir avec la deuxième question, c'est quelle caractéristique structurelle ou chimique permet la lecture de l'ARN mais pas de l'ADN.

Ah je pense avoir compris ta question...

L'ADN double brin ne peut pas être traduit par un ribosome à coup sûr. Je suppose que l'ADN simple brin pourrait éventuellement s'intégrer dans un ribosome (ou légèrement modifié), cependant, l'ARNt devrait être adapté à l'utilisationTet pasU. Je ne suis pas biologiste moléculaire et je ne peux pas en dire plus.

Je veux savoir comment l'ADN dépourvu de groupe 2-hydroxy et l'utilisation de thymine au lieu d'uracyl le rend illisible pour un ribosome

Je ne sais pas si c'est le cas et, si c'est le cas, alors je ne sais pas pourquoi ! Désolé, je ne peux pas t'aider plus !


Classification virale

Étant donné que les virus manquent de ribosomes (et donc d'ARNr), ils ne peuvent pas être classés dans le schéma de classification à trois domaines avec les organismes cellulaires. Alternativement, le Dr David Baltimore a dérivé un schéma de classification virale, qui se concentre sur la relation entre un génome viral et la façon dont il produit son ARNm. Les Régime de Baltimore reconnaît sept classes de virus.


Pour la première fois en biologie cellulaire, des scientifiques observent l'assemblage de ribosomes en temps réel

Crédit : L'institut de recherche Scripps

Une équipe de scientifiques de Scripps Research et de l'Université de Stanford a enregistré en temps réel une étape clé de l'assemblage des ribosomes, les «machines moléculaires» complexes et évolutives qui fabriquent des protéines dans les cellules et sont essentielles à toutes les formes de vie.

La réalisation, rapportée dans Cellule, révèle avec des détails sans précédent comment les brins d'acide ribonucléique (ARN), des molécules cellulaires intrinsèquement collantes et sujettes à un mauvais repliement, sont « chaperonnés » par les protéines ribosomiques pour se replier correctement et former l'un des principaux composants des ribosomes.

Les résultats renversent la croyance de longue date selon laquelle les ribosomes sont assemblés dans un processus par étapes étroitement contrôlé.

"Contrairement à ce qui avait été la théorie dominante dans le domaine, nous avons révélé un processus beaucoup plus chaotique", explique James R. Williamson, Ph.D., professeur au Département de biologie structurelle et computationnelle intégrative de Scripps Research. "Ce n'est pas une ligne de montage élégante de Détroit, c'est plutôt un puits de commerce à Wall Street."

Pour l'étude, le laboratoire de Williamson a collaboré avec le laboratoire de Joseph Puglisi, Ph.D., professeur à l'Université de Stanford. Bien que le travail soit un exploit significatif de la biologie cellulaire de base, il devrait permettre des avancées importantes en médecine. Par exemple, certains antibiotiques actuels agissent en inhibant les ribosomes bactériens. La nouvelle recherche ouvre la possibilité de concevoir de futurs antibiotiques qui ciblent les ribosomes bactériens avec une plus grande spécificité et donc moins d'effets secondaires.

Plus généralement, la recherche offre aux biologistes une nouvelle approche puissante pour l'étude des molécules d'ARN, dont des centaines de milliers sont actives à un moment donné dans une cellule typique.

"Cela montre que nous pouvons maintenant examiner en détail comment les ARN se replient pendant qu'ils sont synthétisés et comment les protéines s'assemblent sur eux", explique le premier auteur Olivier Duss, Ph.D., chercheur postdoctoral au Département de biologie structurale et computationnelle intégrative. à Scripps Research. "Cela a été une chose très difficile à étudier en biologie car elle implique plusieurs processus biologiques distincts qui dépendent les uns des autres et doivent être détectés simultanément."

L'équipe a utilisé une technologie d'imagerie avancée appelée "microscopie de fluorescence à molécule unique à guide d'ondes en mode zéro", qu'elle a adaptée ces dernières années pour le suivi en temps réel des ARN et des protéines. Les ribosomes sont constitués à la fois d'ARN et de protéines, reflétant un partenariat moléculaire dont on pense généralement qu'il remonte presque à l'aube de la vie sur Terre.

Dans une étude de preuve de principe publiée l'année dernière, les chercheurs ont utilisé leur approche pour enregistrer une étape précoce, brève et relativement bien étudiée de l'assemblage des ribosomes de la bactérie E. coli. Cela impliquait la transcription, ou la copie à partir de son gène correspondant, d'un ARN ribosomique et les interactions initiales de ce brin d'ARN avec une protéine ribosomique.

Dans la nouvelle étude, l'équipe a étendu cette approche en suivant non seulement la transcription d'un ARN ribosomique, mais également son repliement en temps réel. Le travail a fourni un aperçu détaillé d'une partie complexe, et jusqu'à présent mystérieuse, de l'assemblage du ribosome d'E. coli - la formation d'un composant majeur entier, ou domaine, du ribosome d'E. coli, avec l'aide de huit partenaires protéiques qui se terminent intégré à la structure.

Une découverte clé a été que les partenaires protéiques ribosomiques guident le repliement du brin d'ARN à travers de multiples interactions temporaires avec le brin, bien avant qu'ils ne se nichent à leur place finale dans la molécule de protéine ARN repliée. Les résultats, selon les chercheurs, suggèrent également l'existence de facteurs d'assemblage d'ARN inconnus, très probablement des protéines, qui n'étaient pas présents dans leurs expériences d'imagerie de type laboratoire mais sont présents dans les cellules et augmentent l'efficacité du repliement de l'ARN.

"Notre étude indique que dans le repliement de l'ARN ribosomique, et peut-être plus généralement dans le repliement de l'ARN dans les cellules, de nombreuses protéines aident à replier l'ARN par le biais d'interactions faibles, transitoires et semi-spécifiques avec lui", explique Duss.

L'équipe sera désormais en mesure d'approfondir cette recherche pour étudier non seulement le reste de l'assemblage des ribosomes, qui implique de multiples brins d'ARN et des dizaines de protéines, mais également les nombreux autres types de repliement de l'ARN et d'interaction ARN-protéine dans les cellules.

En principe, cette recherche donnera un aperçu de la façon dont les ARN se replient et comment de tels événements pourraient être corrigés. Les scientifiques pensent que de nombreuses maladies impliquent ou impliquent potentiellement le repliement incorrect et le traitement connexe des ARN dans les cellules.

Les traitements qui ciblent déjà les ribosomes pourraient également être améliorés. Certains antibiotiques actuels, y compris une classe connue sous le nom d'aminoglycosides, agissent en se liant à des sites sur les ribosomes bactériens qui ne sont pas présents sur les ribosomes humains. Ces médicaments peuvent avoir des effets secondaires car ils altèrent également les ribosomes de bonnes bactéries, par exemple dans l'intestin.

"Lorsque nous comprendrons mieux comment les ribosomes bactériens s'assemblent et fonctionnent, nous pourrions potentiellement les cibler de manière à affecter un groupe plus restreint d'espèces bactériennes nocives et à épargner les bonnes, réduisant ainsi les effets secondaires pour les patients", a déclaré Duss.

Parce que les ribosomes fonctionnent comme des fabricants de protéines, ils sont également essentiels à la survie des cellules tumorales à croissance rapide. Plusieurs classes de médicaments anticancéreux agissent déjà en ralentissant la formation de ribosomes d'une manière ou d'une autre. Une meilleure compréhension du ribosome humain permettrait, en principe, de cibler son assemblage avec plus de précision et de puissance pour bloquer la croissance du cancer, note Duss.

L'autre co-auteur de l'étude, "Transient Protein-RNA Interactions Guide Nascent Ribosomal RNA Folding", était Galina Stepanyuk, PhD, de Scripps Research.


Alerte aux biologistes : les ribosomes peuvent traduire la « région non traduite » de l'ARN messager

Dans ce qui semble être un défi inattendu à un fait de longue date de la biologie, les chercheurs de Johns Hopkins disent qu'ils ont découvert que les ribosomes - les machines moléculaires dans toutes les cellules qui construisent des protéines - peuvent parfois le faire même dans les régions dites non traduites de les rubans de matériel génétique connus sous le nom d'ARN messager (ARNm).

"C'est une découverte passionnante qui génère une toute nouvelle série de questions pour les chercheurs", déclare Rachel Green, Ph.D., chercheuse au Howard Hughes Medical Institute et professeur de biologie moléculaire et de génétique à la faculté de médecine de l'Université Johns Hopkins. La principale d'entre elles, ajoute-t-elle, est de savoir si les protéines fabriquées de cette manière inhabituelle ont des fonctions utiles ou dommageables et dans quelles conditions, des questions qui ont le potentiel d'approfondir notre compréhension de la croissance des cellules cancéreuses et de la façon dont les cellules réagissent au stress.

Dans un résumé des résultats dans les cellules de levure, a été publié le 13 août dans le journal Cellule, Green et son équipe rapportent que la fabrication de protéines atypiques se produit lorsque les ribosomes ne parviennent pas à être « recyclés » lorsqu'ils atteignent le signal « d'arrêt » dans l'ARNm. Pour des raisons encore inconnues, dit Green, les ribosomes « voyous » redémarrent sans signal de « démarrage » et fabriquent de petites protéines dont les fonctions sont inconnues.

Les ribosomes sont constitués de molécules d'ARN spécialisées (le cousin chimique de l'ADN) qui travaillent avec des protéines pour lire les ARNm porteurs d'instructions et «traduire» leur message pour créer des protéines. Chaque ARNm commence par un code « start », suivi du modèle d'une protéine spécifique, suivi d'un code « stop ». Et puis il y a un segment de code qui a toujours été appelé la « région non traduite », parce que les scientifiques ne l'ont jamais vu se traduire en protéine.

Mais plus maintenant, selon Green et le boursier postdoctoral Nicholas Guydosh, Ph.D., qui, avec une équipe de l'Institut national de la santé infantile et du développement humain, a lancé le projet par curiosité au sujet d'une protéine de levure appelée Rli1.

Des études antérieures avaient montré que Rli1 peut diviser les ribosomes en leurs deux composants une fois qu'ils rencontrent un code d'arrêt et qu'ils ne sont plus nécessaires. Ce processus de « recyclage », disent-ils, désengage un ribosome de sa molécule d'ARNm actuelle afin qu'il soit disponible pour en traduire un autre. Mais il n'était pas clair si Rli1 se comportait de la même manière dans les cellules vivantes.

Pour le savoir, les chercheurs ont privé les cellules de levure vivantes de Rli1, prédisant que la traduction ralentirait à mesure que les ribosomes s'accumuleraient aux codes d'arrêt. Pour « voir » où se trouvaient les ribosomes, l'équipe a ajouté une enzyme aux cellules qui mâcherait tout ARN exposé. L'ARN lié par les ribosomes serait protégé et pourrait alors être isolé et identifié. Comme prévu, l'épuisement de Rli1 a augmenté le nombre de ribosomes assis sur des codes d'arrêt. Mais ils ont également vu des preuves de ribosomes assis dans la région non traduite, ce qu'ils ont qualifié de surprise.

Pour savoir si les ribosomes lisaient réellement la région non traduite pour créer des protéines, l'équipe a inséré le code génétique dans cette région pour une protéine dont ils pouvaient facilement mesurer la quantité. Les cellules avec Rli1 n'ont pas fabriqué la protéine, mais les cellules manquant de Rli1 l'ont fait, prouvant que leurs ribosomes étaient bien actifs dans la région non traduite.

D'autres expériences ont montré que les ribosomes ne poursuivaient pas seulement la traduction au-delà du code d'arrêt pour créer une protéine extra-longue. Ils ont d'abord libéré la protéine régulièrement codée comme d'habitude, puis ont recommencé la traduction à proximité.

« Il semble que les ribosomes se lassent d'attendre d'être démontés et décident de se remettre au travail », explique Guydosh. "Le travail de fabrication de protéines qui apparaît juste devant eux se trouve dans la région non traduite."

Comme indiqué, le but de ces nombreuses petites protéines est inconnu, mais Green dit qu'une possibilité découle du fait que les ribosomes augmentent dans la région non traduite lorsque la levure est stressée par un manque de nourriture. "Il est possible que ces petites protéines aident réellement la levure à réagir à la famine, mais ce n'est qu'une supposition", dit-elle.

Parce que les ribosomes sont essentiels à la création de nouvelles protéines et à la croissance cellulaire, note Green, les scientifiques pensent que la vitesse à laquelle les cellules se répliquent est déterminée, au moins en partie, par le nombre de ribosomes dont elles disposent. Les cellules dépourvues de Rli1 ne peuvent pas se développer car leurs ribosomes sont tous occupés au niveau des codes d'arrêt et dans des régions non traduites. Ainsi, les cellules cancéreuses augmentent leurs niveaux de Rli1 afin de croître rapidement.

"Nous ne comprenions pas auparavant à quel point le recyclage des ribosomes est important pour la traduction correcte de l'ARNm", explique Green. «Sans cela, les ribosomes sont distraits de leur travail habituel, ce qui est crucial pour le maintien et la croissance normaux des cellules. Cette découverte ouvre des questions que nous ne savions même pas poser auparavant.

Les autres auteurs du rapport incluent David Young, Fan Zhang et Alan Hinnebusch de l'Institut national Eunice Kennedy Shriver de la santé infantile et du développement humain.

Ce travail a été soutenu en partie par le National Institute of Child Health and Human Development et le Howard Hughes Medical Institute.


RIBOSOME RÉARRANGE

Pour l'aider à atteindre ses objectifs, Badran a développé ce qu'on appelle un système de « traduction orthogonale », dans lequel une cellule contient à la fois sa machinerie ribosomique native et un ribosome secondaire synthétisé qui ne peut fabriquer qu'une seule protéine. Le système lui permet de bricoler le ribosome secondaire sans perturber celui d'origine et tuer la cellule. Cela lui permet de sonder comment le complexe ribosomique a d'abord évolué, ce que font ses divers composants et quelles parties sont essentielles à la construction des protéines.

Badran utilise également l'évolution dirigée pour générer des variations de parties ribosomiques et transférer des molécules d'ARN, qui travaillent avec le ribosome pour aider à construire des protéines. Il utilise le ribosome secondaire pour tester les capacités des nouvelles pièces qu'il construit, ce qui, espère-t-il, aidera le ribosome à apprendre à lire les codons quadruplés et à créer de nouvelles protéines.

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Le jeune laboratoire de Badran a été occupé. Ils ont créé des ribosomes qui traduisent l'ARNm en protéines plus rapidement que leurs homologues naturels, ce qui pourrait aider à produire des médicaments biologiques plus efficacement. Ils ont conçu E. coli d'héberger un pool de ribosomes de différents micro-organismes, ce qui pourrait aider les scientifiques à développer des médicaments ciblant certains agents pathogènes de manière plus sélective. Ils progressent également vers un système quadruplet-codon, en déchiffrant quels codons de quatre lettres correspondraient à quels acides aminés.

Badran et ses collègues espèrent que leurs efforts pour réinventer le ribosome les aideront à découvrir les origines de cette ancienne machine moléculaire. "Je veux créer des méthodes qui nous permettent de comprendre les choses qui existent, puis développer de nouveaux outils pour les étudier et peut-être même sonder les limites mêmes de la biologie", a déclaré Badran. « Découvrir quelque chose qui était juste hors de portée des scientifiques est ce qui m'excite vraiment. »


Un nouvel outil d'édition de gènes pourrait rivaliser avec CRISPR et effectuer des millions de modifications à la fois

Avec l'ascension fulgurante de CRISPR en tant que merveille d'édition de gènes, il est facile d'oublier ses origines modestes : il a d'abord été découvert comme une bizarrerie du système immunitaire bactérien.

Il semble que les bactéries ont plus à offrir. Ce mois-ci, une équipe dirigée par le célèbre biologiste synthétique Dr. George Church de l'Université Harvard a détourné un autre élément étrange de la biologie des bactéries. Le résultat est un outil puissant qui peut, en théorie, éditer simultanément des millions de séquences d'ADN, avec un « code à barres » pour suivre les changements. Le tout sans casser un seul brin d'ADN délicat.

Pour l'instant, ces outils biologiques, appelés « Retron Library Recombineering (RLR) », n'ont été testés que sur des cellules bactériennes. Mais comme le montre le parcours de CRISPR vers la thérapie génique, même les découvertes les plus étranges de créatures humbles peuvent catapulter nos rêves les plus fous de thérapie génique ou de biologie synthétique dans la réalité.

"Ce travail aide à établir une feuille de route vers l'utilisation du RLR dans d'autres systèmes génétiques, ce qui ouvre de nombreuses possibilités passionnantes pour la recherche génétique future", a déclaré Church.

Attendez, pourquoi CRISPR est-il inadéquat ?

Les rétrons sont bizarres. Commençons plutôt par CRISPR.

Vous connaissez peut-être déjà son fonctionnement. Il y a deux composants : un type d'ARN et une protéine. L'ARN guide du « lévrier » attache la protéine Cas « en ciseaux » à un gène particulier. Dans la version classique, Cas coupe le gène pour l'éteindre. Des avancées plus récentes permettent à Cas de remplacer une lettre génétique spécifique ou de couper plusieurs gènes à la fois.

Pour la version à découper et à remplacer, au fur et à mesure que le gène se guérit, il recherchera souvent un modèle. CRISPR peut porter un gène matrice sur lequel la cellule peut s'appuyer. De cette façon, la cellule est piégée dans une modification de copie génétique : remplacer une phrase génétique défectueuse par une autre qui est biologiquement grammaticale.

Le problème avec CRISPR est le hachage de l'ADN. Si vous avez déjà coupé une phrase sur votre téléphone, réalisé que vous avez coupé les mauvais morceaux, que vous l'avez recollée avec un autre message qui n'a plus de sens maintenant, et appuyez sur envoyer, eh bien, c'est un peu analogue à ce qui peut arriver avec CRISPR. Le danger d'endommager notre génome augmente lorsque nous devons modifier plusieurs gènes. Cela devient un problème majeur en biologie synthétique, qui utilise la manipulation génétique pour conférer aux cellules de nouvelles capacités, ou même pour concevoir des organismes complètement nouveaux.

Les cellules sont des créatures tenaces développées à partir d'éons d'évolution, donc changer un seul gène est rarement suffisant pour obtenir, par exemple, une bactérie pour pomper des biocarburants ou des médicaments, ce qui rend nécessaire l'édition de gènes multiplexés. La plupart des cellules se divisent également rapidement, de sorte qu'il est essentiel que tout bricolage génétique persiste d'une génération à l'autre. CRISPR a souvent du mal avec les deux. L'équipe de l'Église pense avoir une solution.

Rencontrez Retrons

Le nouvel outil s'appelle RLR, et le premier « R » signifie rétrons. Ce sont des créatures répandues mais tout à fait mystérieuses dont «la biologie naturelle est en grande partie inconnue», a écrit l'équipe, bien que similaires à CRISPR, elles peuvent être impliquées dans le système immunitaire bactérien.

Découverts pour la première fois en 1984, les rétrons sont des rubans flottants d'ADN dans certaines cellules bactériennes qui peuvent être convertis en un type spécifique d'ADN - une seule chaîne de bases d'ADN appelée ADNsb (oui, c'est bizarre). Mais c'est une excellente nouvelle pour l'édition de gènes, car les séquences d'ADN double brin de nos cellules deviennent des chaînes simples impressionnables lorsqu'elles se divisent. Un timing parfait pour un appât rétron et un interrupteur.

Normalement, notre ADN existe en doubles hélices qui sont étroitement enroulées en 23 faisceaux, appelés chromosomes. Chaque faisceau de chromosomes se présente en deux exemplaires, et lorsqu'une cellule se divise, les exemplaires se séparent pour se dupliquer. Pendant ce temps, les deux copies échangent parfois des gènes dans un processus appelé recombinaison. C'est à ce moment-là que les rétrons peuvent se faufiler, insérant à la place leur descendance ADNsb dans la cellule en division. S'ils portent de nouvelles astuces - par exemple, permettre à une cellule bactérienne de devenir résistante aux médicaments - et s'insèrent avec succès, alors la descendance de la cellule héritera de ce trait.

En raison de la machinerie naturelle de la cellule, les rétrons peuvent infiltrer un génome sans le couper. Et ils peuvent le faire dans des millions de cellules en division en même temps.

"Nous avons pensé que les rétrons devraient nous donner la possibilité de produire de l'ADN ss dans les cellules que nous voulons éditer plutôt que d'essayer de les forcer dans la cellule de l'extérieur, et sans endommager l'ADN natif, qui étaient tous deux des qualités très convaincantes", 8221, a déclaré l'auteur de l'étude, le Dr Daniel Goodman.

La fabrication de RTR

Semblable à CRISPR, RTR a plusieurs composants : l'extrait génétique qui contient une mutation (l'appât) et deux protéines, RT et SSAP (transcriptase inverse et protéines d'annelage simple brin), qui transforment le rétron en ADNsb et le laissent s'insérer. dans une cellule de division.

Comme Game of Thrones, il y a beaucoup de joueurs. Donc, pour que ce soit plus clair : les rétrons portent le code génétique que nous voulons insérer, la RT le transforme en une forme plus compatible appelée ssDNA et le SSAP le colle dans l'ADN au fur et à mesure qu'il se divise. Fondamentalement, un cheval de Troie envahit la cellule et déverse des espions qui s'insèrent dans la cellule - en changeant son ADN - avec l'aide de magiciens enzymatiques.

Les deux protéines sont nouvelles pour le parti. Auparavant, les scientifiques avaient essayé d'utiliser des rétrons pour l'édition de gènes, mais l'efficacité était extrêmement faible, environ 0,1 % de toutes les cellules bactériennes infectées. Les deux nouveaux arrivants ont calmé le "système d'alarme" naturel de la bactérie qui corrige les modifications de l'ADN - ils ignorent donc les nouveaux bits d'ADN - et permettent aux modifications d'entrer et de passer à la génération suivante. Une autre astuce consistait à stériliser deux gènes qui codent pour des protéines qui détruisent normalement l'ADNsb.

Dans un test, l'équipe a découvert que plus de 90 pour cent des cellules bactériennes admettaient facilement la nouvelle séquence de rétrons dans leur ADN. Ils sont ensuite devenus gros. Par rapport à CRISPR, les rétrons ont une longueur d'avance en ce sens que leur séquence peut agir comme un code à barres. Cela signifie qu'il est possible d'effectuer plusieurs expériences d'édition de gènes à la fois et de déterminer quelles cellules ont été modifiées avec quel rétron en séquençant le code à barres.

Dans un test de validation de principe, l'équipe a fait exploser certaines cellules bactériennes avec des rétrons contenant des séquences de résistance aux antibiotiques. En séquençant uniquement les lettres d'ADN de rétrons à partir d'un pool de bactéries traitées avec des antibiotiques, ils ont découvert que les cellules avec des rétrons - leur donnant le nouveau super pouvoir contre les médicaments - restaient dans des portions beaucoup plus élevées que les autres cellules.

Dans un autre test, l'équipe a tenté de déterminer combien de rétrons ils pouvaient utiliser à la fois. Ils ont pris une autre souche de bactéries résistantes aux antibactériens et ont découpé son génome pour constituer une bibliothèque de dizaines de millions de rétrons. Ils ont ensuite collé ces morceaux dans des cerceaux d'ADN - appelés plasmides - et les ont fait flotter dans des cellules bactériennes. Comme auparavant, l'équipe a pu facilement trouver les rétrons qui conféraient un pouvoir antibactérien en séquençant les codes-barres de ceux qui sont restés vivants.

Mais pourquoi?

C'est le comment. Mais quel est le pourquoi ?

The goal is easy: to find another solution to CRISPR that can influence millions of cells at once, without damaging the cells. In other words, take gene editing into the big data era, through multiple generations.

Compared to CRISPR, the new RLR tool is simpler because it does not require a “guide” tool in addition to an “editing” tool—a retron is basically a two-in-one. Being able to influence multiple genes at once—without physically cutting into them—also makes it an intriguing tool for synthetic biology. The tool’s also got staying power. Instead of a “one and done” CRISPR ethos, it lasts through generations as cells divide.

That said, RTR’s got competition. Because it works best with dividing cells, it might not be as powerful in reluctant cells that refuse to split—for example, neurons. For another, recent upgrades to CRISPR have made it possible to also turn genes on or off—without cutting them—through epigenetics.

But RLR offers scale. “Being able to analyze pooled, barcoded mutant libraries with RLR enables millions of experiments to be performed simultaneously, allowing us to observe the effects of mutations across the genome, as well as how those mutations might interact with each other,” said Church.


Contenu

Ribosomes are the macromolecular machines that are responsible for mRNA translation into proteins. The eukaryotic ribosome, also called the 80S ribosome, is made up of two subunits – the large 60S subunit (which contains the 25S [in plants] or 28S [in mammals], 5.8S, and 5S rRNA and 46 ribosomal proteins) and a small 40S subunit (which contains the 18S rRNA and 33 ribosomal proteins). [6] The ribosomal proteins are encoded by ribosomal genes.

rRNA found in prokaryotic and eukaryotic ribosomes
Taper Taille Large subunit (LSU rRNA) Small subunit (SSU rRNA)
procaryote 70S 50S (5S : 120 nt, 23S : 2906 nt) 30S (16S : 1542 nt)
eucaryote 80S 60S (5S : 121 nt, [7] 5.8S : 156 nt, [8] 28S : 5070 nt [9] ) 40S (18S : 1869 nt [10] )

There are 52 genes that encode the ribosomal proteins, and they can be found in 20 operons within prokaryotic DNA. Regulation of ribosome synthesis hinges on the regulation of the rRNA itself.

First, a reduction in aminoacyl-tRNA will cause the prokaryotic cell to respond by lowering transcription and translation. This occurs through a series of steps, beginning with stringent factors binding to ribosomes and catalyzing the reaction:
GTP + ATP --> pppGpp + AMP

The γ-phosphate is then removed and ppGpp will bind to and inhibit RNA polymerase. This binding causes a reduction in rRNA transcription. A reduced amount of rRNA means that ribosomal proteins (r-proteins) will be translated but will not have an rRNA to bind to. Instead, they will negatively feedback and bind to their posséder mRNA, repressing r-protein synthesis. Note that r-proteins preferentially bind to their complementary rRNA if it is present, rather than mRNA.

The ribosome operons also include the genes for RNA polymerase and elongation factors (used in RNA translation). Regulation of all of these genes at once illustrate the coupling between transcription and translation in prokaryotes.

Ribosomal protein synthesis in eukaryotes is a major metabolic activity. It occurs, like most protein synthesis, in the cytoplasm just outside the nucleus. Individual ribosomal proteins are synthesized and imported into the nucleus through nuclear pores. See nuclear import for more about the movement of the ribosomal proteins into the nucleus.

The DNA is transcribed, at a high speed, in the nucleolus, which contains all 45S rRNA genes. The only exception is the 5S rRNA which is transcribed outside the nucleolus. After transcription, the rRNAs associate with the ribosomal proteins, forming the two types of ribosomal subunits (large and small). These will later assemble in the cytosol to make a functioning ribosome. See nuclear export for more about the movement of the ribosomal subunits out of the nucleus. [11]

Processing Edit

Eukaryotic cells co-transcribe three of the mature rRNA species through a series of steps. The maturation process of the rRNAs and the process of recruiting the r-proteins happen in precursor ribosomal particles, sometimes called pre-ribosomes, and takes place in the nucleolus, nucleoplasm, and cytoplasm. The yeast, S. cerevisiae is the eukaryotic model organism for the study of ribosome biogenesis. Ribosome biogenesis starts in the nucléole. There, the 18S, 5.8S, and 25S subunits of the rRNA are cotranscribed from ribosomal genes as a polycistronic transcript by RNA polymerase I, [3] and is called 35S pre-RNA. [1]

Transcription of polymerase I starts with a Pol I initiation complex that binds to the rDNA promoter. The formation of this complex requires the help of an upstream activating factor or UAF that associates with TATA-box binding protein and the core factor (CF). Together the two transcription factors allow the RNA pol I complex to bind with the polymerase I initiation factor, Rrn3. As the pol I transcript is produced, approximately 75 small nucleolar ribonucleoparticles (snoRNPs) facilitate the co-transcriptional covalent modifications of >100 rRNA residues. These snoRNPs control 2’-O-ribose methylation of nucleotides and also assist in the creation of pseudouridines. [1] At the 5’ end of rRNA transcripts, small subunit ribosomal proteins (Rps) and non-ribosomal factors assemble with the pre-RNA transcripts to create ball-like knobs. These knobs are the first pre-ribosomal particles in the small (40S) ribosomal subunit pathway. [1] The rRNA transcript is cleaved at the A2 site, and this separates the early 40S pre-ribosome from the remaining pre-rRNA that will combine with large subunit ribosomal proteins (Rpl) and other non-ribosomal factors to create the pre-60S ribosomal particles. [1]

40S subunit Edit

The transcriptional assembly of the 40S subunit precursor, sometimes referred to as the small subunit processome (SSU) or 90S particle happens in a hierarchical fashion – essentially a stepwise incorporation of the UTP-A, UTP-B, and UTP-C subcomplexes. These subcomplexes are made up of over 30 non ribosomal protein factors, the U3 snoRNP particle, a few Rps proteins, and the 35S pre-rRNA. Their exact role, though has not been discovered. [3] The composition of the pre-40S particle changes drastically once cleavage at the U3 snoRNPA dependent sites (sites A0, A1, and A2) are made. This cleavage event creates the 20S pre-rRNA and causes ribosomal factors to dissociate from the pre-40S particle. U3 is displaced from the nascent 40S by the helicase Dhr1. [12] At this point in the ribosome biogenesis process, the 40S pre-ribosome already shows the “head” and “body” structures of the mature 40S subunit. The 40S pre-ribosome is transported out of the nucleolus and into the cytoplasm. The cytoplasmic 40S pre-ribosome now contains ribosomal proteins, the 20s rRNA and a few non-ribosomal factors. The final formation of the 40S subunit “beak” structure occurs after a phosphorylation and dephosphorylation event involving the Enp1-Ltv1-Rps3 complex and the kinase, Hrr25. Cleavage of the 20S pre-rRNA at the D-site creates the mature 18s rRNA. This cleavage event is dependent on several non-ribosomal factors such as Nob1, Rio1, Rio2, Tsr1 and Fap7. [1]

60S subunit Edit

The maturation of the pre-60S subunit into a mature 60S subunit requires many biogenesis factors that associate and disassociate. In addition, some assembly factors associate with the 60S subunit while others only interact with it transiently. As an overall trend, the maturation of the pre-60S subunit is marked a gradual decrease in complexity. The subunit matures as it moves from the nucleolus to the cytoplasm and gradually the number of trans-acting factors are reduced. [3] The maturation of the 60S subunit requires the help of about 80 factors. Eight of these factors are directly involved with the processing of the 27S A3 pre-rRNA, which actually completes the formation of the mature 5’end of the 5.8S rRNA. The A3 factors bind to distant sites on the pre-RNA as well as to each other. Subsequently, they bring areas of rRNA close together and promote the processing of pre-rRNA and the recruitment of ribosomal proteins. Three AAA-type ATPases work to strip the factors from the maturing 60S pre-ribosome. One of the ATPases is a dynein-like Rea1 protein made up of 6 different ATPase domains that form a ring structure. The ring structure is attached to a flexible tail that happens to have a MIDAS (Metal ion-dependentant adhesion site) tip. The Rea1 interacts with the 60S pre-ribosome via its ring while two substrates, Ytm1 and Rsa1, interact with Rea1 through its MIDAS tip. The role of these substrates has not yet been defined. Both though, along with their interactions, are removed in the maturation process of the 60S pre-ribosome. The other two ATPases, Rix7 and Drg1 also function to remove assembly factors from the maturing 60S subunit. Helicases and GTPases are also involved in the removal of assembly factors and the rearrangement of RNA to form the completed 60S subunit. Once in the cytoplasm (see nuclear export), the 60S subunit further undergoes processing in order to be functional. The rest of the large subunit ribosomal particles associate with the 60S unit and the remaining non-ribosomal assembly factors disassociate. The release of the biogenesis factors is mediated mostly by GTPases such as Lsg1 and ATPases such as Drg1. The precise sequence of these events remains unclear. The pathway of 60S cytoplasmic maturation remains incomplete as far as current knowledge is concerned. [3]

In order for the pre-ribosomal units to fully mature, they must be exported to the cytoplasm. To effectively move from the nucleolus to the cytoplasm, the pre-ribosomes interact with export receptors to move through the hydrophobic central channel of the nuclear pore complex. [3] The karyopherin Crm1 is the receptor for both ribosomal subunits and mediates export in a Ran-GTP dependent fashion. It recognizes molecules that have leucine-rich nuclear export signals. The Crm1 is pulled to the large 60S subunit by the help of an adapter protein called Nmd3. The adapter protein for the 40S unit is unknown. In addition to Crm1, other factors play a role in nuclear export of pre-ribosomes. A general mRNA export receptor, called Mex67, as well as a HEAT-repeating-containing protein, Rrp12, facilitate the export of both subunits. These factors are non-essential proteins and help to optimize the export of the pre-ribosomes since they are large molecules. [3]

Because ribosomes are so complex, a certain number of ribosomes are assembled incorrectly and could potentially waste cellular energy and resources when synthesizing non-functional proteins. To prevent this, cells have an active surveillance system to recognize damaged or defective ribosomes and target them for degradation. The surveillance mechanism is in place to detect nonfunctional pre-ribosomes as well as nonfunctional mature ribosomes. In addition, the surveillance system brings the necessary degradation equipment and actually degrades the nonfunctional ribosomes. [1] Pre-ribosomes that build up in the nucleus are destroyed by the exosome, which is a multisubunit complex with exonuclease activity. If defective ribosomal subunits do happen to make it out of the nucleolus and into the cytoplasm, there is a second surveillance system in place there to target malfunctioning ribosomes in the cytoplasm for degradation. Certain mutations in residues of the large ribosome subunit will actually result in RNA decay and thus degradation of the unit. Because the amount of defects that are possible in ribosome assembly are so extensive, it is still unknown as to how the surveillance system detects all defects, but it has been postulated that instead of targeting specific defects, the surveillance system recognizes the consequences of those defects – such as assembly delays. Meaning, if there is a disruption in the assembly or maturation of a mature ribosome, the surveillance system will act as if the subunit is defective. [3]

Mutations in ribosome biogenesis are linked to several human ribosomopathy genetic diseases, including inherited bone marrow failure syndromes, which are characterized by a predisposition to cancer and a reduced number of blood cells. Ribosomal dysregulation may also play a role in muscle wasting. [13]


Ribosome

The ribosome gets started in a process called initiation. Several initiation factor proteins deliver the mRNA to the small subunit, line up the first tRNA, and guide the association with the large subunit. This structure ( 4v4j ), shows a special sequence in the mRNA, called the Shine-Delgarno sequence after its discoverers, which is associated with the last part of the RNA chain in the small subunit. This lines up the mRNA in the right place, making it ready for a special initiator tRNA. In the picture, the little piece of mRNA is shown in red and tRNA is shown in yellow.

A note about the picture: the mRNA, tRNA and protein factors all bind inside the ribosome, between the two subunits, so it is tricky to create a picture that shows what is happening. These pictures show the mRNA, tRNA and other molecules, along with a lightened picture of the ribosome to show their placement in the whole complex.

Élongation

Résiliation

Antibiotics

Explorer la structure

Ribosome Decoding Center (PDB entry 2wdg)

The new structures of intact 70S ribosomes reveal the secret of life. This illustration shows a closeup of the "decoding center" of the ribosome (PDB entry 2wdg ). This is the place where an incoming tRNA anticodon (shown in yellow) is matched with an mRNA codon (shown in red). As you might imagine, it is essential that this match is perfect, so that only the proper tRNA is paired, and thus that only the correct amino acid is added to the growing chain. The ribosome uses several interactions to test this pairing, ensuring that the base pairing is correct. To look closely at these interactions, click on the image for an interactive Jmol.

Sujets pour une discussion plus approfondie

  1. The ribosome is composed of two subunits that assemble around the mRNA into a functional complex. What are the advantages of this? Can you find other examples of molecules that surround RNA or DNA strands?
  2. Ribosomes are challenging molecules to study. As you are exploring the ribosome
  3. structures in the PDB, compare the different types of data that are used to support the structures, including crystallographic structures at atomic and near-atomic resolution and electron micrograph reconstructions at lower resolution.

Ressources PDB-101 connexes

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Les références

  1. A. Korostelev and H. F. Noler (2007) The ribosome in focus: new structures bring new insights. Trends in Biochemical Sciences 32, 434-441.
  2. T. A. Steitz (2008) A structural understanding of the dynamic ribosome machine. Nature Reviews Molecular Cell Biology 9, 242-253.
  3. T. M. Schmeing and V. Ramakrishnan (2009) What recent ribosome structures have revealed about the mechanism of translation. Nature 461, 1234-1242.
  4. E. Zimmerman and A. Yonath (2009) Biological implications of the ribosome's stunning stereochemistry. ChemBioChem 10, 63-72.

January 2010, David Goodsell

À propos de PDB-101

PDB-101 aide les enseignants, les étudiants et le grand public à explorer le monde 3D des protéines et des acides nucléiques. L'apprentissage de leurs diverses formes et fonctions aide à comprendre tous les aspects de la biomédecine et de l'agriculture, de la synthèse des protéines à la santé et la maladie à l'énergie biologique.

Pourquoi PDB-101 ? Des chercheurs du monde entier rendent ces structures 3D disponibles gratuitement dans les archives de la Protein Data Bank (PDB). PDB-101 crée du matériel d'introduction pour aider les débutants à se lancer dans le sujet ("101", comme dans un cours de niveau d'entrée) ainsi que des ressources pour un apprentissage approfondi.


Selective 40S Footprinting Reveals Cap-Tethered Ribosome Scanning in Human Cells

Translation regulation occurs largely during the initiation phase. Here, we develop selective 40S footprinting to visualize initiating 40S ribosomes on endogenous mRNAs in vivo. This reveals the positions on mRNAs where initiation factors join the ribosome to act and where they leave. We discover that in most human cells, most scanning ribosomes remain attached to the 5' cap. Consequently, only one ribosome scans a 5' UTR at a time, and 5' UTR length affects translation efficiency. We discover that eukaryotic initiation factor 3B (eIF3B,) eIF4G1, and eIF4E remain bound to 80S ribosomes as they begin translating, with a decay half-length of ∼12 codons. Hence, ribosomes retain these initiation factors while translating short upstream open reading frames (uORFs), providing an explanation for how ribosomes can reinitiate translation after uORFs in humans. This method will be of use for studying translation initiation mechanisms in vivo.

Mots clés: cap-tethering eukaryotic initiation factor mRNA cap reinitiation ribosome footprinting scanning translation initiation translational regulation.


Distinct regulatory ribosomal ubiquitylation events are reversible and hierarchically organized

Activation of the integrated stress response (ISR) or the ribosome-associated quality control (RQC) pathway stimulates regulatory ribosomal ubiquitylation (RRub) on distinct 40S ribosomal proteins, yet the cellular role and fate of ubiquitylated proteins remain unclear. We demonstrate that uS10 and uS5 ubiquitylation are dependent upon eS10 or uS3 ubiquitylation, respectively, suggesting that a hierarchical relationship exists among RRub events establishing a ubiquitin code on ribosomes. We show that stress dependent RRub events diminish after initial stimuli and that demodification by deubiquitylating enzymes contributes to reduced RRub levels during stress recovery. Utilizing an optical RQC reporter we identify OTUD3 and USP21 as deubiquitylating enzymes that antagonize ZNF598-mediated 40S ubiquitylation and can limit RQC activation. Critically, cells lacking USP21 or OTUD3 have altered RQC activity and delayed eS10 deubiquitylation indicating a functional role for deubiquitylating enzymes within the RQC pathway.

Mots clés: OTUD3 USP21 ZNF598 cell biology deubiquitylating enzymes human ribosome ubiquitylation ribosome-associated quality control.

Résumé en langage clair

Ribosomes are cellular machines that build proteins by latching on and then reading template molecules known as mRNAs. Several ribosomes may be moving along the same piece of mRNA at the same time, each making their own copy of the same protein. Damage to an mRNA or other problems may cause a ribosome to stall, leading to subsequent collisions. A quality control pathway exists to identify stalled ribosomes and fix the ‘traffic jams’. It relies on enzymes that tag halted ribosomes with molecules known as ubiquitin. The cell then removes these ribosomes from the mRNA and destroys the proteins they were making. Afterwards, additional enzymes take off the ubiquitin tags so the cell can recycle the ribosomes. These enzymes are key to signaling the end of the quality control event, yet their identity was still unclear. Garshott et al. used genetic approaches to study traffic jams of ribosomes in mammalian cells. The experiments showed that cells added sets of ubiquitin tags to stalled ribosomes in a specific order. Two enzymes, known as USP21 and OTUD3, could stop this process this allowed ribosomes to carry on reading mRNA. Further work revealed that the ribosomes in cells that produce higher levels of USP21 and OTUD3 were less likely to stall on mRNA. On the other hand, ribosomes in cells lacking USP1 and OTUD3 retained their ubiquitin tags for longer and were more likely to stall. The findings of Garshott et al. reveal that USP21 and OTUD3 are involved in the quality control pathway which fixes ribosome traffic jams. In mice, problems in this pathway have been linked with neurons dying or being damaged because toxic protein products start to accumulate in cells this is similar to what happens in human conditions such as Alzheimer's and Parkinson's diseases. Using ubiquitin to target and potentially fix the pathway could therefore open the door to new therapies.


Voir la vidéo: la traduction de lARNm en proteine rôle des ribosomes et ARN t,les codons et les acides aminés (Août 2022).